细胞转染方法

物理方法 电穿孔(electroporition) 显微注射(microinjection) 化学方法 磷酸钙转染(calcium phosphate transfection) 脂质体转染(lipofectin transfection) DEAE葡聚糖介导转染(DEAE dextran-mediated transfection)

目前比较常用的方法是脂质体转染，以下我简单介绍一下： 转染试剂：LipofectamineTM 2000 质粒DNA：含有目的基因pEGFP-C1质粒DNA 真核细胞：肿瘤细胞等 转染目的：蛋白定位和转染效率 （以转染24孔板为例） 在转染实验前天接种细胞，各种细胞的平板密度依据各种细胞的生长率和细胞形状而定。进行转染当天细胞应达到80%-90%覆盖。一般要求，24孔培养皿,每孔500ul培养基0.5-2×105细胞。依据不同大小培养板调整每平方厘米的细胞数。 转染当天，加入脂质体/ DNA混合物之前的短时间内，更换500ul无血清无抗生素的DMEM培养液培养2-24h。 混合A溶液于一个1.5ml离心管中：稀释质粒DNA（0.8ug）于50ul无血清培养基，轻轻混匀。 混合B溶液于另一个1.5ml离心管中：脂质体lipofectamine试剂(2ul)溶于50ul无血清培养基中混匀,室温孵育5min。 注意:脂质体在用之前应混匀;质粒DNA/ LipofectamineTM 2000为1:0.5-1:5。 当B溶液孵育5min后，混合溶液A和B，轻柔混合（不要振荡），室温孵育20min，以便脂质体/DNA混合物形成。 加入上述100ul A/B混合液于含有细胞的培养基中，前后摇动以便轻轻混匀。37℃，5%CO2培养箱内培养4-6hr。 4-6h后，用新鲜含血清培养基更换含有转染复合物的不完全培养基，继续培养，18-48 h后测定细胞瞬时表达并进行荧光定位。 如稳定转染24hr后施加筛选压力，改用含G418的培养基培养