脂质体转染的几个实验方法
摘要： 本实验介绍了脂质体转染的几个方法。
实验原理
脂质 体(LR)试剂是阳离子脂质体DOTMA和DOPE的混合物(1：1)。它适用于把 DNA 转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前条件下最方面的转染方法之一。转染率高，优于磷酸钙法，比它高5-100倍，能把DNA和RNA转染到各种细胞。
用LR进行转染时，首先需要优化转染条件，应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等，对每批LR都要做。先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间，DNA可从1-5ug和孵育时间6h，开始，按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线，再选用LR和DNA两者最佳的剂量，确定出转染时间。因LR对细胞有一定的毒性，转染时间以不超过24h为宜。
细胞种类：COS-7、BHK、NIH-3T3、Hela和Jurkat等任何一种细胞均可作为受体细胞。
实验步骤
1. 操作步骤(方法一)：
1) 取6孔培养板，向每孔中加入2ml含(1-2) x 10 5 个细胞的培养基，37℃、18% CO 2 培养基40%-60%汇合时。
2) 转染液制备：在聚苯乙烯管中制备以下两液(为转染1个空细胞所用的量)。 A液：用不含血清培养基稀释DNA使浓度为1-10ug，终量100ul。 B液：用不含血清培养基稀释LR，使终浓度为2-50ug，终量100ul。
轻轻混合A液、B液，室温中置10-15min，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。
3) 转染准备：用2ml不含血清培养基漂洗2次，再加入1ml不含血清培养基。
4) 转染：把A/B复合物缓缓加入培养基中，摇匀，置37℃温箱中6-24h，吸除无血清转染液，换入正常培养基继续培养。
5) 其余处理：如观察、筛选、检测等与其他转染法相同。
6) 注意：转染时切勿加血清，血清对转染效率有很大影响。
2. 快速脂质体转染法操作步骤(方法二)：
1) 将细胞以5 x 105个/孔接种于6孔板中培养24h，使其达到50%-60%板底面积。
2) 在试管中配制DNA-脂质体复合物。
a. 在1ml无血清DMEM中稀释PSV1-neo质粒DNA或供体DNA。 b. 旋转1s，再加入脂质体悬液，旋转。
c. 室温下放置5-10min，使DNA结合在脂质体上。
3) 弃去细胞中的旧液，用1ml无血清DMEM洗细胞1次后弃去，向每孔中直接加入1mlDNA-脂质体复合物，37℃培养3-5天。
4) 再于每孔中加入含20%胎牛血清的DMEM，继续培养14-24h。
5) 吸出DMEM-DNA-脂质体混合物加入新鲜含10%胎牛血清的DMEM，2ml/孔，再培养24-48h。
6) 用细胞刮或消化法收集细胞，以备分析鉴定。
3. 稳定的脂质体转染法：
1) 接种细胞同前述，细胞长至50%板底面积可用于转染。
2) DNA-脂质体复合物制备转染细胞同前。
3) 在每孔中加入1ml含20%胎牛血清的DMEM，37℃培养48h。
4) 吸出DMEM，用G418选择性培养基稀释细胞，使 细胞生长 一定时间，筛选转染克隆，方法参照细胞克隆筛选法进行。
4. Invitrogen公司的Lipofectamine2000在24孔板转染单层贴壁细胞。(别的方法可以参考生产商提供的protocol)
1) 转染前1天将0.5～2×105细胞接种于24孔培养板，并加入500ul不含 抗生素 的完全培养基，以保证转染时细胞汇合达90～95％。
2) 准备复合物
a. 将0.8ug DNA稀释于50ul无血清无抗生素的培养液中轻轻浑匀。
b. 将2ul Lipofectamine2000稀释于50ul无血清无抗生素的培养液中，轻轻浑匀，室温孵育5分。注意：必须在25分内进行。
c. 5分后将它们混合，并轻轻浑匀，室温孵育20分。
3) 吸去培养板的培养基，用PBS或无血清培养基(最好)清洗细胞2次。
4) 将复合物(总体积100ul)加入培养孔，前后摇动培养板使其分布均匀。
5) 将细胞放入 培养箱 孵育4～6h后，可以更换含血清培养液去除复合物(也可不用)。
6) 24～48h后可以观察转入 基因表达 情况。
7) 稳定转染：换含血清培养基24h后将细胞以1：10(或更高比例)传代，1天后更换筛选培养基筛选。
8) 优化：要保证细胞汇合率达90～95％(比较高)；DNA/ Lipofectamine2000比率1：0.5～1：5，一般细胞1：2～3。
